Страницы: 1 2
ОБ УСИЛЕНИИ МЕРОПРИЯТИЙ ПО ПРОФИЛАКТИКЕ ТУЛЯРЕМИИ
ПРИКАЗ
МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ РФ
14 апреля 1999 г.
N 125
(НЦПИ)
Актуальность проблемы профилактики туляремии определяется
наличием природных очагов этой инфекции практически на всей территории
Российской Федерации, эпизоотическая активность которых ежегодно
подтверждается обнаружением значительного числа положительных на
туляремию проб из объектов внешней среды. С 1996 по 1998 год центрами
госсанэпиднадзора в субъектах Российской Федерации и противочумными
учреждениями было выделено более 200 штаммов возбудителя туляремии от
носителей, переносчиков инфекции и внешней среды.
Ежегодно в стране регистрируется от 100 до 400 случаев
заболеваний, при этом около 75% из них приходится на Северный,
Центральный и Западно-Сибирский районы России, продолжают иметь место
вспышки этой инфекции. В 1993-1998 годах вспышки туляремии
трансмиссивного характера зарегистрированы среди населения в
Ростовской области и Республике Башкортостан, водного - в Смоленской
области, промыслового - в Оренбургской области, пищевого (молочного) -
в г.Москве. Особенностью заболеваемости туляремией в настоящее время
является то, что среди заболевших более 70% составляют непривитые
против этой инфекции городские жители.
В последние годы отмечается снижение уровня эпидемиологического
надзора за туляремией, сокращение кратности эпизоотологических
обследований природных очагов, количества лабораторных исследований,
объемов профилактической иммунизации населения.
Такое положение связано с ослаблением внимания руководителей
учреждений госсанэпиднадзора и здравоохранения к этой проблеме,
недостаточной укомплектованностью или отсутствием в центрах
госсанэпиднадзора специалистов зоологов и энтомологов, сокращением
финансирования работ по проведению обследований природных очагов,
неудовлетворительной организацией работ, направленных на подавление
численности носителей и переносчиков инфекции в природных условиях,
низким уровнем подготовки специалистов лечебно-профилактических
учреждений по ранней и дифференциальной диагностике этой инфекции.
Население недостаточно информировано по вопросам личной и общественной
профилактики туляремии.
В целях повышения эффективности мероприятий по профилактике
туляремии, снижения риска заражения и предупреждения массовых
заболеваний людей этой инфекцией приказываю:
1. Руководителям органов управления здравоохранением субъектов
Российской Федерации, главным врачам центров госсанэпиднадзора в
субъектах Российской Федерации, регионах на транспорте (водном,
воздушном):
1.1. Организовать проведение профилактических,
санитарно-противоэпидемических, лечебно-диагностических мероприятий по
профилактике и борьбе с туляремией в соответствии с методическими
указаниями:
1.1.1. "Эпидемиологический надзор за туляремийной инфекцией"
(приложение 1);
1.1.2. "Эпизоотологический мониторинг за природными очагами
туляремии" (приложение 2);
1.1.3. "Клиника, диагностика и лечение туляремии" (приложение 3);
1.1.4. "Лабораторная диагностика туляремии" (приложение 4);
1.1.5. "Профилактика туляремии" (приложение 5);
1.2. Обеспечить раннюю диагностику, обследование больных с
неясной этиологией (лимфадениты, затяжные пневмонии, ангины,
длительные лихорадочные состояния, конъюктивиты Парино и др.), с
использованием современных высокочувствительных методов диагностики и
эффективное этиотропное лечение выявленных больных.
1.3. Обеспечить организацию профилактической иммунизации
населения против туляремии с учетом данных
эпизоотоло-эпидемиологического надзора, состояния иммунного статуса
населения, проживающего на территории природных очагов туляремии, а
также городских жителей, подвергающихся высокому риску инфицирования
при выезде в природные очаги этой инфекции.
1.4. Улучшить качество планирования и проведения профилактической
иммунизации, предусмотрев, в первую очередь, обеспечение учреждений
здравоохранения необходимым количеством вакцины против туляремии, а
также медицинскими иммунобиологическими препаратами для определения
иммунного статуса населения.
1.5. Проводить ежегодно семинары для специалистов
лечебно-профилактических учреждений и госсанэпидслужбы по вопросам
эпидемиологии, клиники, диагностики, лечения и профилактики туляремии.
1.6. Осуществлять постоянную разъяснительную работу для населения
по профилактике туляремии, прежде всего на эндемичных территориях, в
том числе через средства массовой информации.
2. Главным врачам центров госсанэпиднадзора в субъектах
Российской Федерации, регионах на транспорте (водном, воздушном):
2.1. Осуществлять постоянный эпизоотологический мониторинг за
состоянием природных очагов туляремии с использованием комплекса
бактериологических, серологических и генодиагностических методов
исследования, обеспечивая полноту и своевременность эпизоотологических
обследований, а также проводить целевое обследование новых
потенциально опасных территорий с целью своевременного выявления
природных очагов туляремии.
2.2. Усилить государственный санитарно-эпидемиологический надзор
за выполнением мероприятий по защите пищевых продуктов и водных
источников от инфицирования возбудителем туляремии и соблюдением мер
безопасности при работе с возможными источниками туляремийной
инфекции.
2.3. Совместно с заинтересованными ведомствами и учреждениями
обеспечить проведение необходимого комплекса санитарно-технических,
санитарно-гигиенических, дератизационных и дезинсекционных мероприятий
по борьбе с носителями и переносчиками инфекции.
2.4. Укомплектовать центры госсанэпиднадзора специалистами
зоологами и энтомологами.
2.5. Обеспечить подготовку ежегодных прогнозов численности
носителей и переносчиков, эпизоотического и эпидемического состояния
природных очагов и доводить их до сведения руководителей органов
исполнительной власти субъектов Российской Федерации, органов
управления здравоохранением субъектов Российской Федерации и других
заинтересованных ведомств.
2.6. Обеспечить представление прогнозов в Федеральный центр
госсанэпиднадзора Минздрава России к 15 ноября и поправок к ним к 15
июня ежегодно.
2.7. Решение вопроса о снятии энзоотичности территорий
согласовывать с Департаментом госсанэпиднадзора Минздрава России.
2.8. Принять необходимые меры по обеспечению специалистов
осуществляющих эпизоотолого-эпидемиологический надзор за зоонозными и
природно-очаговыми инфекциями всеми необходимыми индивидуальными и
материально-техническими средствами (специальной одеждой, орудиями
лова и другим оборудованием).
2.9. Направлять в Противочумный центр Минздрава России копии карт
эпидобследования очага на все случаи туляремии.
3. Федеральному центру госсанэпиднадзора Минздрава России
совместно с Противочумным центром Минздрава России обеспечить
подготовку прогнозов численности носителей и переносчиков,
эпизоотического и эпидемического состояния природных очагов в
Российской Федерации и представлять их в Департамент госсанэпиднадзора
Минздрава России к 15 марта и 15 августа ежегодно.
4. Ставропольскому научно-исследовательскому противочумному
институту Минздрава России завершить в 1999 году разработку
иммуноферментной тест-системы для выявления туляремийного антигена.
5. Государственному научно-исследовательскому институту
стандартизации и контроля медицинских иммунобиологических препаратов
им.Л.А.Тарасевича Минздрава России.
5.1. Ускорить рассмотрение и утверждение научно-технической
документации на эритроцитарный иммуноглобулиновый и антигенный
туляремийный диагностикумы.
5.2. Рассмотреть до 01.07.99 вопрос о проведении регулярного
контроля за состоянием иммунобиологических свойств вакцинного штамма
продуцента живой туляремийной вакцины на базе лаборатории туляремии
научно-исследовательского института эпидемиологии и микробиологии
им.Н.Ф.Гамалеи РАМН.
6. Департаменту госсанэпиднадзора в течение 1999 года рассмотреть
вопрос об организации производства диагностикумов эритроцитарных
туляремийных иммуноглобулиновых и антигенных.
7. Департаменту организации медицинской помощи населению.
Управлению охраны здоровья матери и ребенка до 01.10.99 разработать и
представить на утверждение протоколы (стандарты) диагностики и лечения
больных туляремией.
8. Считать недействующими на территории Российской Федерации:
8.1. Приказ Минздрава СССР от 05.02.76 N 133 "О мероприятиях по
профилактике заболеваний людей туляремией";
8.2. Приказ Минздрава СССР от 19.05.83 N 601 "О совершенствовании
эпизоотологических прогнозов о туляремии";
8.3. Инструкцию по лабораторной диагностике туляремии у людей,
утвержденную Минздравом СССР 25.06.81 N 28-6/3.
8.4. Методические указания по поиску и изучению эпизоотий
туляремии путем обнаружения антигена возбудителя в погадках птиц и
помете хищных млекопитающих, утвержденные Минздравом СССР 10.10.73
N 1125-73.
8.5. Методические указания по лабораторным методам диагностики
при эпизоотологическом обследовании природных очагов туляремии,
утвержденные Минздравом СССР 12.09.83 N 28-6/23.
9. Контроль за исполнением настоящего приказа возложить на
Первого заместителя министра здравоохранения Российской Федерации
Онищенко Г.Г.
Министр
В.И. Стародубов
14 апреля 1999 г.
N 125
Приложение 1
к приказу Минздрава РФ
от 14 апреля 1999 года
N 125
Эпидемиологический надзор за туляремийной инфекцией
(Методические указания)
Эпидемиологические особенности туляремии
Характерной особенностью эпидемиологии туляремии является
множественность механизмов заражения и путей передачи возбудителя
инфекции, почти 100% восприимчивость к ней людей, без различий пола и
возраста, отсутствие передачи инфекции от человека к человеку.
Заражение людей происходит в природных (или во вторичных
синантропных) очагах этой инфекции. Трансмиссивный (инокулятивный)
механизм заражения человека осуществляется в результате укусов
инфицированными кровососущими членистоногими (комарами, слепнями,
клещами); контактный - происходит через поврежденные кожные и
слизистые покровы при соприкосновении с больными или павшими грызунами
и зайцами; алиментарный - при употреблении инфицированных больными
грызунами продуктов питания (хлеб, печенье, сухари и т.д.),
сельскохозяйственной продукции (зерно, свекла и т.д.) и воды
(колодезной, горных ручьев и других открытых водоемов); аспирационный
- при вдыхании воздушно-пылевого аэрозоля, образующегося при
переработке зерна и перекладке сена, соломы, инфицированных больными
грызунами, а также в результате вдыхания капельно-жидкого аэрозоля,
образующегося в процессе мойки и резки свеклы и других кормов,
контаминированных выделениями больных туляремией грызунов. На риск
заражения оказывают влияние особенности того или иного типа природного
очага, а также формы хозяйственной деятельности, в процессе которой
осуществляется взаимодействие человека с природными очагами.
Зарегистрированы случаи заболевания людей на производствах,
связанных с переработкой природного сырья (сахарные,
крахмало-паточные, спиртовые, пеньковые заводы, элеваторы и т.п.), на
мясокомбинатах, при забое овец и крупного рогатого скота, на котором
имелись инфицированные клещи, на окраинах городов, расположенных
вблизи природных очагов. Известны случаи завоза инфекции при
транспортировке продуктов и сырья из неблагополучных по туляремии
районов.
В настоящее время заболевания туляремией регистрируются в виде
спорадических случаев или эпидемических вспышек разной интенсивности.
Число случаев туляремии в последнее десятилетие колеблется от 100 до
400 в год, при этом около 75% заболеваний зарегистрировано в трех
районах Российской Федерации: Северном, Центральном и
Западно-Сибирском. Характерной особенностью заболеваемости последних
лет является существенное увеличение доли больных среди жителей
городов (до 70-75% от общего числа случаев).
В соответствии с разнообразием механизмов заражения людей, а
также с условиями, при которых произошло заражение, различают
следующие основные эпидемиологические типы заболеваемости людей
туляремией:
1) Трансмиссивный тип.
а. Источниками инфекции являются водяные полевки, реже - зайцы.
Механизм заражения людей - трансмиссивный через укус двукрылых
(комаров, слепней), или контактный при раздавливании инфицированного
насекомого на коже или попадании его в глаз. Преобладают
язвенно-бубонная и бубонная формы заболевания. Заболевания происходят
чаще в пойменно-болотных природных очагах во время сенокоса, охоты,
рыбалки и другой работы вблизи водоемов. Заболевания начинают
регистрировать в конце июня, наибольший подъем - в августе и последние
случаи - в сентябре. Типичным примером явилась крупная трансмиссивная
вспышка туляремии, имевшая место в 1983 году в Ростовской области и
охватившая свыше 200 человек.
б. Источниками инфекции служат восточно-европейская и
обыкновенная полевки, хомяки, зайцы и другие млекопитающие. Заражение
людей происходит через иксодовых клещей. Формы заболевания такие же,
как при варианте "а" Заболевания регистрируют весной и осенью в
степных, луго-полевых и реже - в лесных природных очагах туляремии.
2). Промысловый тип. Заражение людей происходит при промысле
водяных полевок, хомяков, зайцев, ондатр, кротов. Механизм заражения -
контактный, через скарифицированные кожные покровы, но могут иметь
место алиментарный и аспирационный механизмы заражения. Преобладает
бубонная форма заболевания, реже встречается язвенно-бубонная,
ангинозно-бубонная, глазно-бубонная и другие.
3). Охотничье-пищевой тип. Заражение людей происходит во время
охоты на зайцев, ондатр и других млекопитающих, при снятии шкурок,
разделке тушек и употреблении в пищу недостаточно обработанного
термически или малосольного мяса, а также при втирании инфицированными
руками возбудителя в слизистую оболочку глаза. Преобладают контактный
и алиментарный механизмы заражения.
На весну приходится более 1/3 годовых заражений от зайцев. Второй
подъем заболеваний регистрируют осенью, в начале сезона охоты. В годы
интенсивных эпизоотий на мышевидных грызунах отмечается третий, зимний
подъем заболеваемости. При этом возможны заражения охотников, ночующих
в стогах сена и соломы, в которых много мышевидных грызунов.
Клинические формы самые разнообразные. Преобладает бубонная,
язвенно-бубонная и абдоминальная. В 25% случаев заболевают как сами
охотники, так и члены их семей.
Промысловый и охотничье-пищевой тип заболеваемости часто
наблюдается в очагах пойменно-болотного, луго-полевого, степного и
лесного типов.
4) Водный тип.
а. Заражение людей происходит через контаминированную
возбудителем воду ручьев и других открытых водоисточников. Основным
источником инфицирования воды являются водяные полевки, ондатры,
полевки-экономки. Механизм заражения преимущественно алиментарный,
реже - контактный (купание в зараженном источнике, умывание, переход
вброд, полоскание белья, полив огорода и т.п.). Преобладают
ангинозно-бубонная и бубонная клинические формы заболевания.
Заболевания часто возникают в летний период в
предгорно-(горно)-ручьевых очагах, а также в очагах пойменно-болотного
типа.
б. Заражение людей происходит через инфицированную воду колодцев
и местных водопроводов. Источниками заражения воды являются домовые
мыши и обыкновенные полевки, случайно попадающие в водоисточники.
Заражаются лица, имеющие общий источник водопользования. Механизм
заражения алиментарный (питье воды), реже контактный (умывание).
Преобладают ангинозно-бубонная и абдоминальная формы болезни.
Заболевания большей частью происходят в холодное время года в
луго-полевых, степных и синатропных очагах туляремии. Примером водной
эпидемической вспышек являются заболевания туляремией в 1995 году в
Смоленской области, охватившие более 100 человек, использовавших один
водоисточник (водопровод в поселке городского типа).
5) Сельскохозяйственный тип. Заражение людей чаще всего
происходит воздушно-пылевым аэрозолем от инфицированных больными
грызунами соломы, сена, зерна и других субстратов при их использовании
в хозяйственных целях.
Источниками инфицирования субстратов являются обыкновенные
полевки, домовые мыши и некоторые другие мелкие грызуны, заселяющие в
осенне-зимнее время стога сена, ометы соломы, овощеи зернохранилища.
Заражение людей происходит обычно при разборке, переработке сена,
соломы, раздаче кормов, переборке овощей и т.п. Преобладает
аспирационный механизм заражения и легочная форма болезни, реже
абдоминальная и ангинозо-бубонная форма. Заболевания отмечаются,
начиная с октября, особенно часты в декабре-январе и оканчиваются в
марте. Характерны для луго-полевых, степных реже - пойменно-болотных
природных очагов туляремии.
6) Бытовой тип. Заражение происходит через инфицированные
субстраты и возникает непосредственно в быту (дома, на усадьбе).
Больные грызуны либо сами мигрируют в населенный пункт, либо их
завозят с соломой, зерном, корнеплодами.
Преобладает аспирационный механизм заражения. Заражения
происходят во время подметания пола, переборке и сушке
сельскохозяйственных продуктов, раздаче корма домашним животным, или
при употреблении в пищу инфицированных продуктов и т.п. Регистрируются
чаще легочная, реже - ангинозно-бубонная и абдоминальная формы
болезни. Заболевания наиболее часто регистрируются с ноября по апрель
двумя волнами. Первая - в ноябре-январе; вторая - в марте - апреле.
7) Продуктовый тип. Факторами передачи инфекции служат продукты,
инфицированные на складе, в магазине, столовой и т.п. Механизм
заражения преимущественно алиментарный. Клинические формы болезни чаще
абдоминальная, реже - ангинозно-бубонная.
8) Производственный тип.
а. Заражения возникают при использовании инфицированных
сельскохозяйственных продуктов на перерабатывающих предприятиях
(сахарные пивоваренные, крахмало-паточные, спиртовые, пеньковые
заводы, злеваторы и т.п.). Основной механизм заражения -
аспирационный. Заражения чаще происходят в цехах первичной обработки
продукции. При завозе инфицированного сырья заражения могут возникать
и на неэнзоотичных территориях. Заболевания чаще имеют место с ноября
по февраль, реже - в ранне-весенний период.
б) Заражение людей происходит при забое животных и разделке мяса
от инфицированных клещей, находящихся на овцах и крупном рогатом скоте
механизм заражения - контактный, форма заболевания - бубонная.
Заболевания могут возникать вне территории природного очага.
Эпидемиологическое расследование случаев заболевания людей
Каждый случай заболевания туляремией подвергают подробному
эпидемиологическому расследованию. При его проведении, прежде всего,
определяют возможный источник и пути передачи инфекции, что используют
для коррекции противоэпидемических мероприятий, направленных на
предупреждение дальнейших случаев заболевания. При проведении
эпидемиологического обследования ориентируются на конкретно
сложившуюся эпизоотическую ситуацию, информацию о которой представляют
центры госсанэпиднадзора.
Механизм заражения можно определить по входным воротам инфекции
(если таковые есть), а также по локализации регионарного бубона, т.к.
при туляремии весьма четко проявляют себя клинико-эпидемиологические
параллели: легочная форма - при аспирационном заражении;
ангинозно-бубонная и абдоминальная - при алиментарном;
язвенно-бубонная, бубонная и глазно-бубонная - при трансмиссивном и
контактном механизмах заражения.
Необходимо также выяснять, подвергался ли больной
противотуляремийной вакцинации, когда и с каким результатом. Обычно
после вакцинация иммунитет сохраняется 5 и более лет, поэтому
заболевания на 4-5 год после вакцинации редки. Появление заболеваний,
через несколько месяцев после вакцинации, свидетельствует либо о
плохом качестве вакцины, либо о неправильной технике ее введения или
учета результата вакцинации.
Эпидемиологическое расследование вспышек или групповых
заболеваний обычно не представляет затруднений в связи с однородностью
механизма заражения и клинических проявлений, тогда как расследование
спорадических случаев заражения требует специального подхода и
известных навыков.
Опрос начинают с выяснения места жительства, места работы,
командировок, отдыха (рыбалки, охоты, сбора ягод, грибов) в пределах
инкубационного периода (3-7 дней). Для летних заражений большое
значение имеет проживание или пребывание вблизи водоема, а при зимних
- нахождение в сельской местности, выполнение сельскохозяйственных или
бытовых работ.
Если первичный опрос больного не прояснил ситуацию, следует
дополнить его результатом опроса членов его семьи, сотрудников или
лиц, выезжавших одновременно с ним на территорию природного очага. При
групповых и семейных заболеваниях следует выявить источники и факторы
заражения для своевременной коррекции комплекса противоэпидемических и
профилактических мероприятий.
При производственных заболеваниях обязательно обследование
предприятий, на которых произошли заражения людей.
Наряду со сбором анамнестических данных, проводят
зоолого-паразитологическое и лабораторно-диагностическое обследование
эпидемического очага и окружающей территории.
Результаты эпидемиологического обследования больного туляремией
вносят в карту эпидобследования очага (ф. N 371-у). При этом указывают
общие сведения о больном, дату заболевания, дату установления диагноза
и госпитализации, сведения о клинической форме и характере течения
заболевания, результаты лабораторного обследования больного, а также
зпидемиологическое заключение о предполагаемом источнике, механизме и
месте заражения. Проводят анализ причин заболеваемости, который служит
дальнейшему совершенствованию профилактических мероприятий.
Заключение по расследованию должно содержать краткую
характеристику причин возникновения вспышки (спорадических или
групповых случаев заболеваний) туляремии, а также анализ
обоснованности, cвоевременности и эффективности проведенных
противоэпидемических мероприятий (выявление источника и фактора
передачи инфекции и полноты обеспечения специфической и
неспецифической профилактики).
Эпидемиологический надзор за туляремией.
Эпидемиологический надзор за туляремией - это комплексное
наблюдение за инфекцией, включающее анализ многолетней динамики
заболеваемости в разных возрастных группах и разных контингентах
населения, клинических проявлений, состояния иммунологической
структуры населения, а также характеристик возбудителя,
животных-носителей и членистоногих-переносчиков инфекции.
Эпидемиологический надзор предусматривает эпизоотологическое и
эпидемиологическое обследование природных очагов туляремии, обобщение
и анализ полученных при этом данных, обусловливающих эпидемические
проявления в природных очагах туляремии в виде спорадической,
групповой или вспышечной заболеваемости людей.
Задачами эпидемиологического надзора являются:
- слежение за заболеваемостью туляремией, ее территориальным
распределением и заболеваемостью отдельных групп населения
(городского, сельского, по возрастным и профессиональным группам);
- установление преобладающих клинических форм, тяжести
заболеваний, сроков диагностики, эпидемиологических типов
заболеваемости;
- контроль за численностью населения, подвергающегося риску
заражения на территории природных очагов туляремии и определение
уровня охвата его профилактическими прививками;
- разработка тактики специфической защиты групп населения,
привлекаемых на временные работы на энзоотичные по туляремии
территории;
- оценка состояния противотуляремийного иммунитета
(иммунологическая структура) населения, проживающего (или временно
работающего) на территориях природных очагов туляремии;
- слежение за динамикой эпидемиологически значимых социальных
явлений (например, миграция населения, характер хозяйственной
деятельности, санитарно-гигиенические условия, уровень медицинского
обслуживания и др.).
При туляремии оценка потенциального риска заражения населения
базируется, в основном, на результатах эпизоотологического
обследования природных очагов и на контроле за состоянием
противотуляремийного иммунитета населения, подвергающегося повышенному
риску заражения этой болезнью.
Задачами эпизоотологического надзора за природными очагами
туляремии являются:
- слежение за динамикой популяций животных-носителей и
членистоногих переносчиков инфекции;
- своевременное выявление эпизоотий среди диких животных,
определение их интенсивности, границ распространения;
- анализ факторов, определяющих динамику эпизоотического
процесса, и обоснование прогноза его развития;
- выяснение основных закономерностей зпизоотического процесса,
выяснение возможных механизмов сохранения и распространения
возбудителя на каждой конкретной территории;
- эпизоотологическая дифференциация очаговых территорий для
определения конкретных мер профилактики для каждой из них;
- изучение биологических свойств возбудителя, обнаруживаемого на
территории;
- выявление обсемененности возбудителем туляремии абиотических
объектов окружающей среды (вода, корма, гнезда грызунов и др.);
- проведение дератизационных и дезинсекционных мероприятий,
направленных на уничтожение и (или) сокращение численности носителей и
переносчиков возбудителя.
Основой эпизоотолого-зпидемиологического надзора за туляремией
является обследование природных очагов туляремии, которое
осуществляется как в плановом, так и в экстренном порядке.
Предпосылкой для начала экстренного
эпизоотолого-эпидемиологического обследования служит извещение о
случае (случаях) туляремии у людей или выявлении возбудителя у
млекопитающих, членистоногих, и в объектах окружающей среды (воде,
кормах и др).
Проявление эпизоотической активности природного очага туляремии в
ряде случаев становится известным лишь после регистрации заболевания
человека. Однако и в этом случае необходимо определить источник и
обстоятельства заражения человека для своевременной коррекции
противоэпидемических и профилактических мероприятий, с целью
предупреждения дальнейших случаев заражения людей в природном очаге.
Эпизоотическая ситуация оценивается на основании
эпизоотологического обследования, при котором регистрируются изменения
численности грызунов и кровососущих членистоногих, а также по
результатам лабораторных исследований, подтверждающих наличие
возбудителя (или антигена) в различных объектах. На основании этих
данных дается мотивированное заключение о наличии на данной территории
в настоящее время туляремийной эпизоотии.
Анализ полученной первичной информации является основой
дальнейших действий по проведению профилактических и
противоэпидемических мероприятий, основными из которых являются
следующие:
- выявление источников инфекции и обстоятельств заражения людей;
- отбор проб для лабораторного исследования объектов,
подозреваемых в качестве источников или факторов передачи возбудителя;
- определение круга лиц, подвергшихся риску заражения от
выявленного источника или фактора передачи;
- проведение экстренной специфической профилактики лицам,
подвергшимся риску заражения (или проживающим на территории
выявленного активного природного очага туляремии);
- проведение экстренной дератизации, дезинсекции и дезинфекции в
отношении вероятных источников и факторов передачи инфекции:
уничтожение трупов диких млекопитающих, кормов, сельскохозяйственного
сырья при обнаружении возбудителя туляремии. Учитывая, что больной
человек не является источником инфекции, дезинфекции подвергаются те
объекты, которые определены как факторы передачи возбудителя человеку.
Заместитель руководителя
Департамента госсанэпиднадзора
С.И. Иванов
Приложение 2
к приказу Минздрава РФ
от 14 апреля 1999 года
N 125
Эпизоотологический мониторинг за природными очагами туляремии
(Методические указания)
Организация поисков туляремийных эпизоотий
Методы лабораторного исследования
Ареал возбудителя туляремии охватывает страны северного
полушария, а в Российской Федерации эта инфекция обнаружена
практически во всех регионах (краях, областях, автономных
республиках). Природные очаги туляремии распространены в различных
природно-климатических зонах и приурочены к разнообразным ландшафтам.
В настоящее время на территории РФ выделяют по крайней мере 6 основных
ландшафтных типов природных очагов туляремии; луго-полевой, степной,
пойменно-болотный, предгорно(горно-) ручьевой, лесной, тундровый.
Отдельно выделяют синантропные (или урбанические) очаги. Природные
очаги туляремии полигостальны и поливекторны. Циркуляция возбудителя
осуществляется в них среди фоновых видов мелких млекопитающих (ММ) и
иксодовых клещей, однако, и другие сочлены паразитарной системы
вовлекаются в этот процесс.
Луго-полевой тип очага. Инфекция поддерживается в популяциях всех
видов полевок, зайца-русака и других млекопитающих 1-ой группы.
Резервуарами и переносчиками инфекции часто служат иксодовые клещи
Dermacentor reticulatus (D. pictus). Очаги расположены в лесной и
лесо-степной зонах. Первичными биоценозами служат кустарниковые и
кочкарниковые луга, опушки леса, поляны: вторичным - поля, сеянные
луга с находящимися на них скирдами и ометами, а также расположенные
по соседству населенные пункты
Степной (овражно-балочный) тип очага. Циркуляция возбудителя
происходит за счет популяций видов-двойников обыкновенной полевки,
степной пеструшки и домовых мышей. Активно вовлекаются в этот процесс
зайцы-русаки хомяки, общественные полевки и другие виды млекопитающих.
Резервуарами и источниками инфекции служат также многочисленные виды
пастбищных иксодовых клещей. Этот тип очага распространен в степной
зоне Европейской части РФ, степях Западной Сибири и Забайкалья.
Пойменно-болотный тип очага. Имеет многочисленные варианты:
озерно-займищный, лиманно-плавневый и т.п. Очаг поддерживается водяной
полевкой, ондатрой и другими околоводными млекопитающими 1-ой группы.
Хранителями инфекции выступают норовые клещи Ixodes apronophorus и
некоторые другие виды. Большую роль в циркуляции возбудителя играет
вода в Северном, Северо-Западном районах, Восточной Сибири и других
регионах России. Возникновению разлитых эпизоотий способствует
концентрация зверьков во время паводков. Существенную роль в передаче
инфекции от зверька к зверьку, а также человеку играют слепни и
комары. Распространены очаги интразонально.
Предгорно-(горно) ручьевой тип очага. Очаг поддерживается на
водяных полевках и других мелких зверьках. Вода инфицируется
выделениями и трупами MM, а ее низкая температура способствует
длительному сохранению возбудителя. Очаги локализуются по берегам
ручьев и речек в предгорьях Саян, Кузнецкого Алатау, Кавказа, Алтая и
других горных систем.
Эти 4 типа природных очагов туляремии эпидемиологически наиболее
опасны.
Лесной тип очага. Инфекция поддерживается в основном среди рыжих
полевок, лесных и желтогорлых мышей, а местами - зайцами. Хранителями
инфекции служат клещи I.ricinus, I.persulcatus и I.trianguliceps.
Распространен в зоне широколиственных и смешанных лесов, реже - в
таежной зоне.
Тундровый тип очага. Поддерживается за счет разных видов
леммингов и других мелких грызунов 1-ой группы. Инфекция сохраняется
годами в подстилках гнезд леммингов (на вечной мерзлоте) и во льду.
Распространен в тундровой зоне.
Синантропный (урбанический) тип очага. Очаги находятся на
территории городов, поселков или их окраинах. Основными носителями
возбудителя туляремии являются синантропные грызуны - домовая мышь и
серая крыса. Эпизоотии могут возникать в результате "заноса"
возбудителя мигрирующими грызунами из природных биотопов обычно осенью
и в начале зимы, а к весне - затухать. В циркуляцию возбудителя
туляремии включается восточноевропейская полевка, часто заселяющая
стога и ометы, расположенные вблизи построек и жилищ человека.
Туляремийные очаги устойчивы, непрерывное существование некоторых
из них прослежено более 60 лет, но они могут трансформироваться в
результате хозяйственно-преобразующей деятельности человека и изменять
свой поймопотенциал.
Всех млекопитающих по отношению к туляремийной инфекции и их роли
в эпизоотическом процессе разделяют на 3 группы:
1-ая группа. Высоковосприимчивые и высокочувствительные
млекопитающие (заражаются при попадании в организм единичных
туляремийных бактерий, остро болеют и быстро погибают с интенсивным
обсеменением органов и тканей возбудителем). К этой группе относятся
все виды мелких мышевидных грызунов, кроме полевой мыши, зайцеобразные
и насекомоядные, за исключением ежей, куторы, выхухоли.
2-ая группа. Высоковосприимчивые, но малочувствительные
млекопитающие (заражаются при попадании в организм единичных бактерий,
болеют тяжело, но быстро освобождаются от возбудителя, приобретая
устойчивый иммунитет). К этой группе относятся полевая мышь, все виды
крыс и сусликов белки, бурундуки, бобры, ежи, выхухоль, кутора,
белозубка и некоторые другие виды млекопитающих.
3-я группа. Маловосприимчивые и практически нечувствительные
млекопитающие. К ним относятся большинство хищных млекопитающих и
сельскохозяйственных животных.
Наибольшее эпидемиологическое и зпизоотологическое значение имеют
животные 1-ой группы, поэтому тактика эпизоотологического обследования
строится с учетом того, к какой группе относятся обитающие в очаге
животные.
Тактика эпизоотологического обследования. Эпизоотологическое
обследование природных очагов туляремии преследует следующие основные
цели:
- контроль за состоянием известных очагов туляремии (выявление
эпизоотий, определение их интенсивности, изучение механизмов
циркуляции возбудителя, оценка угрозы эпидемических осложнений);
- оценка изменений, происходящих в очагах при антропогенном
воздействии и трансформации ландшафтов;
- разведка неизученных или малоизученных территорий для уточнения
нозогеографии туляремии, эпизоотологического и эпидемиологического
районирования;
- прогнозирование эпизоотической ситуации и обоснование
конкретных мер профилактики.
Сбор этих сведений достигается путем систематического, планового
обследования территории в минимально необходимом для этого объеме
работ.
Эпизоотологическое исследование предусматривает: сбор полевого
материала, его лабораторное исследование и последующий анализ
полученных данных.
Полевой раздел работ включает: изучение природных особенностей
территории (рельеф, климат, почва и т.п.); изучение видового состава,
распределения и численности млекопитающих - носителей инфекции и
членистоногих - переносчиков; отлов животных и сбор эктопаразитов;
поиск трупов и следов жизнедеятельности ММ, объектов окружающей среды;
доставку этого материала в лабораторию и подготовку его к
исследованию; изучение особенностей образа жизни животных, которые
определяют развитие эпизоотического процесса и условия заражения
людей. Сбор материала для лабораторного исследования обычно сочетают с
изучением видового состава и проведением учетов численности ММ и
членистоногих переносчиков.
При эпизоотологическом обследовании используют как общепринятые
зоолого-паразитологические методы, так и специфические, направленные
на поиск туляремийных эпизоотий. Поиски туляремийных эпизоотий в
первую очередь должны производиться в тех районах, где в прошлом имели
место случаи заболевания людей, были выделены культуры возбудителя или
обнаружен антиген в объектах окружающей среды. Как правило, каждый
район обследуют 1 раз в 1-2 года (в зависимости от активности очага);
имеющиеся стационары или пункты многолетних наблюдений обследуют
ежегодно - весной и осенью. По эпидпоказаниям проводят экстренные
эпизоотологические обследования. Во всех случаях при обнаружении
эпизоотии туляремии выясняют границы ее распространения. Границы
эпизоотий определяют следующим способом. По результатам лабораторного
исследования материала, собранного на энзоотичной по туляремии
территории, картируют все "точки" с положительным результатом и все
крайние "точки" соединяют (оконтуривают). На оконтуренной территории
отмечают участки с положительными пробами, определяют тип очага,
процент зараженных проб, показатели численности носителей и
переносчиков, процент зараженных биотопов. Таким образом,
устанавливают пространственно-биоценотическую структуру очага, степень
распространения эпизоотии, ее интенсивность и экстенсивность. Важно
подчеркнуть, что при обследовании больших территорий и получении
сведений о состоянии очагов туляремии в сжатые сроки, необходимо
использовать маятниковый метод обследования. Сущность метода
заключается в том, что выезды групп эпизоотологического обследования
осуществляются каждым раз в удаленные от предыдущего места
обследования районы. В итоге оперативно охватывают обследованием
наибольшую площадь экзоотичной по туляремии территории.
Организация поисков туляремийных эпизоотий.
Возникновение заболеваний среди людей определяется эпизooтичеcким
состоянием очагов. Разлитые эпизоотия туляремии происходят обычно в
годы высокой численности ММ. Повышение численности ММ является важной
характеристикой состояния очага и признаком возможного эпидемического
неблагополучия. В этой связи наблюдений за численностью ММ - одна из
основных составляющих эпизоотологического обследования, которое
осуществляют на основе различных методов количественного учета ММ. При
этом основное внимание уделяют обследованию скирд, оматов, стогов,
строений, расположенных в окружении природных биотопов, а также
зарослей кустарников, опушек широколиственных лесов, облесенных балок
и оврагов, участков рудеральной растительности, агроценозов с
зерновыми культурами, лесополос, околоводных биотопов, колоний
грызунов, заброшенных и временно используемых человеком строений,
других мест повышенного риска заражения людей туляремией (зон
рекреации, мест заготовок сельскохозяйственной продукции,
лесозаготовок и т.п.).
В поисках туляремийных эпизоотий лабораторному исследованию
подвергают отловленных разными методами диких ММ или их трупы,
собранные в природе, остатки трупов, подснежные гнезда грызунов,
продукты жизнедеятельности ММ, погадки птиц (ПП), помет хищных
млекопитающих (ПХМ), а также солому, мякину, талую воду и другие
объекты, загрязненные выделениями грызунов, воду из естественных
водоемов и колодцев, гидробионтов и др. Среди членистоногих
переносчиков основное внимание уделяют иксодовым клещам. Кроме того,
исследуют мелких эктопаразитов, собранных с ММ (вшей, гамазовых и
краснотелковых клещей, блох). При трансмиссивных вспашках исследуют
кровососущих двукрылых (комаров, слепней и др.). Серологические
исследования домашних животных производят при соответствующих
эпизоотологических и эпидемиологических показаниях. Основными методами
лабораторного исследования являются: биологический (заражение
биопробных животных); бактериологический (бактериоскопия, посевы на
питательные среды); иммунофлуоресцентный; серологические (реакция
агглютинации, реакция пассивной гемагглютинации, реакция нейтрализации
антител, реакция коагглютинации и другие); молекулярно-биологический
(полимеразная цепная реакция (ПЦР), направленная на выявление
специфической ДНК возбудителя).
1. Исследование диких позвоночных животных. При поисках эпизоотий
туляремии в первую очередь исследуют отловленных животных и трупы
высокочувствительных ММ 1-ой группы. Основным методом при этом
является бактериологический. Во вторую очередь исследуют
малочувствительных к туляремии животных 2-ой группы, а затем - 3-ей,
которых исследуют как бактериологическими, так и серологическими
методами. Однако у животных 1-ой группы в небольшом проценте случаев
может иметь место хроническая форма туляремии с формированием
специфических антител. В этой связи целесообразны поиски антител и у
зверьков 1-ой группы. Наличие антител указывает на контакт зверьков с
возбудителем.
В большинстве случаев животных доставляют в лабораторию мертвыми
(убитыми или павшими). Успех бактериологического исследования зависит
от свежести доставленного материала, поэтому животных или их органы,
если они не были заморожены или законсервированы, исследуют немедленно
после доставки в лабораторию. Если это не удается, то трупы животных
или органы сохраняют на холоду. В первую очередь исследуют зверьков
найденных мертвыми. Перед вскрытием зверьков осматривают и снимают или
счесывают с них эктопаразитов. Затем зверьков взвешивают с точностью
до 0,5 г, измеряют длину их тела, хвоста. При вскрытии определяют пол,
возраст и генеративное состояние зверьков. Возможна обработка зверьков
на месте сбора, вскрытие и помещение органов в консервант для
последующей доставки в лабораторию. Консервантами могут служить
вазелино-парафиновая смесь (1 часть парафина - 10 частей вазелинового
масла, смесь стерилизуют 45 мин прогреванием на кипящей водяной бане),
а также касторовое масло, 5%-ный раствор поваренной соли, глубокое
замораживание в жидком азоте и др. В консервантах и при низкой
температуре органы животных можно сохранять в течение 1 месяца.
1.1. Исследование трупов животных. Зверьков, погибших в природе
павших в лаборатории или животных, у которых при вскрытии обнаружены
патологоанатомические изменения, характерные для туляремии, подвергают
индивидуальному исследованию, применяя биологический,
бактериологический серологические методы. Эти методы сочетают
по-разному в зависимости от задач и технических возможностей. В трупах
животных возбудитель туляремии может быть обнаружен путем
бактериоскопии мазков-отпечатков органов или выделен посевом на
питательные среды, если органы не подверглись разложению. Вскрытие
зверьков, найденных мертвыми в природе, производят тщательно, в
отдельной кювете и отдельными инструментами. При вскрытия каждого
зверька производят нательную обработку инструментов 96 спиртом с
последующим обжиганием или смену их с последующим кипячением,
обработку рук (перчаток) и доски для вскрытия. Необходимо полностью
исключить возможность случайного переноса микроба туляремии в
параллельный анализ. Посевы из трупов зверьков лучше производить на
питательные среды с aнтибиотиками, предупреждающими рост посторонней
микрофлоры. В органах животных 1-ой группы туляремийные бактерии могут
быть обнаружены микроскопическим исследованием (лучше люминесцентной
микроскопией). Использование микроскопии мазков из органов трупов
животных 2-ой группы может быть безуспешным из-за малой обсемененности
их органов туляремийными бактериями. Наряду с микроскопией и посевом
органы трупов зверьков исследуют путем биологической пробы, а остатки
суспензии используют для постановки серологических реакций (РНАт, РИФ
и др.). В условиях установленной эпизоотии можно ограничиться посевом
и бактериоскопией мазков из органов сохраняя часть их на холоду до
выяснения результатов и выделения возбудителя прямым посевом. В
сомнительных случаях (плохая сохранность трупов, отсутствии при
вскрытии типичных патологоанатомических изменений) прибегают к
биологическому методу. При этом часть органов оставляют до выяснения
результатов посева или биологического исследования. Если биопробное
животное погибнет преждевременно от посторонней причины, а посев
неудачен, то проводят повторное биологическое исследование. У животных
с признаками разложения в первую очередь исследуют костный мозг
трубчатой кости. При исследовании сильно разложившихся трупов
применяют накожный метод заражения биопробного животного. Трупы
животных, как правило, исследуют параллельно и серологическими
методами (РНАт, РИФ и др.). Трупы животных 2-ой и 3-ей групп
обязательно исследуют биологическим методом, позволяющим выявить даже
единичные бактерии. Исследование завершают выделением чистой культуры,
ее идентификацией, что служит неоспоримым доказательством зараженности
объекта.
1.2. Исследование мумифицированных трупов животных. Обнаруженные
при обследовании природных очагов туляремии мумифицированные трупы,
высохшие шкурки и кости зверьков не содержат живых туляремийных
бактерий, поэтому такие объекты исследуют серологическими методами,
позволяющими обнаружить туляремийный антиген.
1.3. Исследование животных, добытых живыми. Основным методом
исследования ММ, добытых в природе орудиями лова или живыми, служит
биологическая проба. Этот метод позволяет обнаруживать даже единичные
бактерии возбудителя туляремии на различных стадиях заболевания или
бактерионосительства, когда использование других методов (посев,
бактериоскопия) не дает положительного результата. При биологическом
исследовании ММ (кроме трупов и зверьков с патологоанатомическими
изменениями) применяют групповое исследование, т.е. объединение
органов нескольких зверьков (5-10) одного вида и пойманных в одном
месте. Используют кусочки селезенки, печени, почек, лимфатические
узлы, костный мозг). При групповом анализе посевы и мазки от каждого
вскрываемого зверька не делают. Отобранные органы помещают в
стерильную ступку, тщательно растирают пестиком, добавляют стерильный
физиологический раствор и смешивают в гомогенную суспензию. Количество
физиологического раствора колеблется от 0,5 до 5 мл в зависимости от
величины органов. Сразу после приготовления 0,2-0,5 мл взвеси набирают
в шприц через небольшой кусочек стерильной ваты и вводят белой мыши
под кожу паховой области правой ноги (морской свинке можно ввести до 2
мл взвеси). При вскрытии смену инструментов производят после группы
зверьков, входящих в общий анализ. Органы животных, у которых на
вскрытии обнаружены патологоанатомические изменения, исследуют
индивидуально. В этом случае применяют дополнительно посев и
бактериоскопию (люминесцентную микроскопию). Бактериоскопия, как
правило, дает положительный результат только в септической
(терминальной) фазе заболевания. Животных, добытых живыми, исследуют
на наличие туляремийных антител, для чего используют сыворотку крови
или "смывы" из грудной полости.
Взятие крови у живых ММ. Живых грызунов умерщвляют, вскрывают
грудную клетку и берут из правого желудочка сердца еще не свернувшуюся
кровь (обычно от 0,5 до 3 мл, в зависимости от вида животного). Кроме
того, кровь можно брать из кончика хвоста или уха, не убивая животное,
что позволяет при необходимости повторить исследование. При этом
используют индивидуальные пипетки и шприцы. Отстоявшуюся сыворотку
консервируют мертиолатом натрия до конечной концентрации 1:10000 (на 1
мл сыворотки добавляют 2 капли по 0,05 мл раствора мертиолата натрия
1:1000). Можно использовать плазму крови животных (особенно мелких
видов). Для этого кровь берут из сердца или периферических сосудов и
помещают в количестве 0,1 мл в лунку пластины, содержащей 0,2 мл
5%-ного раствора лимоннокислого натрия. Через 2 часа плазму крови
можно использовать в серологических реакциях микрообъемным способом.
Исходное разведение плазмы приравнивается к разведению сыворотки 1:5.
Приготовление "смыва" из грудной полости. При исследовании
мертвых ММ готовят суспензию из сгустков крови сердца и
околосердечного пучка сосудов ("смыв"). Суспензию готовят
непосредственно в грудной полости грызунов после взятия материала для
бактериологического исследования. Для этого целиком удаляют легкие,
ножницами иссекают сердце, аорту и другие крупные сосуды. Шприцем с
толстой иглой или пастеровской пипеткой вливают в грудную полость
физиологический раствор с мертиолатом натрия 1:4000 в количестве 1 мл.
После перемешивания взвесь отсасывают и переносят в пробирку, в
которую добавляют еще 2 мл физиологического раствора. "Смывы"
отстаивают 1-2 часа, отсасывают надосадочную жидкость. Условно "смыв"
приравнивают к разведению сыворотки 1:10. Желательно использовать
забуференный физиологический раствор рН 7,2. "Смывы", как правило,
исследуют в РПГА, поэтому их прогревают 30 мин при 56 град.С, затем
выдерживают 12-14 часов. За это время взвешенные частицы полностью
оседают и надосадочная жидкость просветляется.
Возможно также производить забор сыворотки и цельной крови на
фильтровальную бумагу, предварительно обработанную мертиолатом натрия
в разведении 1:1000.
2. Метод поиска зимних эпизоотий туляремии. Во время зимних
лыжных маршрутов под одиноко стоящими деревьями и кустами, на ометах
соломы, под столбами и другими возвышениями на снегу можно обнаружить
обрывки шкурок ММ, которые хищные птицы сдирают, прежде чем съесть
зверька. Иногда на снегу около обрывков шкурок имеются замороженные
капли крови. Обрывки шкурок и капли замороженной крови собирают в
пробирки и исследуют с помощью биологической пробы. Во время зимнего
тропления следов лисы собирают экскременты, обрывки шкурок, остатки
трупов ММ и гнездового материала, раскопанных лисой нор ММ. Собранный
таким образом материал исследуют путем биологической пробы и
серологическими методами.
3. Сбор и исследование погадок птиц и помета хищных млекопитающих
(ПП и ПХМ). Для рекогносцировочного обследования значительных
территорий применяют серологическое исследование ПП и ПХМ на
содержание туляремийного антигена. Преимущества метода заключаются в
малой трудоемкости процесса сбора и быстроте исследования полевого
материала, в возможности за короткий срок обследовать значительные
территории открытых ландшафтов и быстро получить ответ о наличии или
отсутствии инфекции. Метод применим для раннего и ретроспективного
выявления эпизоотии, определения ее границ, установления видов
животных, вовлеченных в эпизоотический процесс и оценки их
численности. Поедая в природе преимущественно ослабленных, больных
зверьков или их трупы, хищники осуществляют выбор из популяции именно
того материала, который желателен для лабораторного исследования.
Погадка представляет собой плотный, продолговатый комок
непереваренных птицей частей пищи (шерсть, кости, перья, хитин
насекомых и т.п.), выбрасываемый ею через рот по окончании процесса
предварительного пищеварения. Образование погадок отмечается у всех
хищных птиц, чаек, врановых и некоторых других. Костные остатки
млекопитающих в погадках хорошо сохраняются, что позволяет установить
видовую принадлежность съеденных зверьков. Птицы сбрасывают погадки во
время отдыха через 10-20 часов после кормежки. Погадка может содержать
остатки одного зверька у мелких птиц и нескольких - у крупных
хищников. Установлено, что птицы сбрасывают погадки недалеко от мест
кормежки и можно считать, что исследование содержимого погадок
характеризует именно ту территорию, на которой они собраны (в пределах
2-3 км от точек сбора).
Помет хищных млекопитающих (семейства куньих, собачьих) также
состоит из непереваренных частей пищи, видовой состав которой в
полевых условиях определить трудно, т.к. они были разжеваны и прошли
пищеварительный тракт хищника. Участок охоты хищных млекопитающих, как
правило, постоянен и занимает территорию в несколько квадратных
километров.
Длительность сохранения погадок и помета в природе прежде всего
зависит от климатических условий местности. В зоне достаточного
увлажнения разрушение их происходит в течение 4-5 месяцев по
воздействием гнилостных процессов и насекомых-некрофагов. В засушливом
климате степей и пустынь они могут сохраняться более длительное время
(в течение года и более). Чем свежее погадка и помет, тем они темнее
окрашены. Гибель туляремийного микроба в погадках и помете происходит
быстро (в первые сутки: при отрицательных температурах, возможно,
дольше) в связи с чем бактериологическое исследование этого материала
нецелесообразно. Туляремийный антиген сохраняется в погадках и помете
в течение всего периода их существования. Для поиска туляремийного
антигена в ПП и ПХМ используют различные серологические методы, чаще
всего наиболее простой и доступный - РНАт.
3.1. Сбор ПП и ПХМ в полевых условиях. В бесснежное время года в
открытых ландшафтах в течение одного дня можно собрать материал,
содержащий остатки большого числа ММ с территории несколько сотен
квадратных км, если использовать автомашину для передвижения. Труднее,
но возможно, проводить сбор ПП и ПХМ зимой. Погадки собирают вблизи
гнездовий, мест кормежки, ночевок и отдыха птиц. Обычно это
возвышенные предметы, столбы ЛЭП, одиноко стоящие деревья, стога сена
и ометы соломы, вышки и т.д. ПХМ также можно обнаружить около
возвышающихся на местности предметов, а также на охотничьих тропах
хищников и на их лежках. ПП и ПХМ собирают обычно ранней весной, сразу
после схода снега и поздней осенью. Это позволяет получить
характеристику эпизоотийного состояния популяции ММ на протяжении
всего года, установить начало и длительность эпизоотии. В
пойменно-болотных очагах наиболее удобное время сбора ПП и ПХМ -
вторая половина лета, когда возникают эпизоотии среди околоводных
видов млекопитающих. В лесных ландшафтах ПР и ПХМ удается собирать
возле гнезд или по кромке леса и опушкам. Непосредственно в лесных
массивах особое внимание уделяют сбору ПХМ в зимнее время.
Каждую найденную погадку или пробу помета заворачивают в
отдельный лист бумаги во избежании контаминации. Собранный с одного
места материал помещают в отдельные матерчатые мешки и этикетируют.
Быстрое отмирание туляремийного микроба в кислой среде ПП и ПХМ
позволяет проводить их сбор в природе и дальнейшую обработку без
специального режима, соблюдая лишь правила обычной гигиены. При
необходимости материал может храниться длительное время, если его
тщательно просушить.
3.2. Подготовка ПП и ПХМ к исследованию. Каждую погадку или пробу
помета рекомендуется исследовать индивидуально. После доставки в
лабораторию материал просушивают при комнатной температуре и
взвешивают каждую пробу с точностью до 0,1 г. Это позволит в
дальнейшем придерживаться сравнимого исходного разведения суспензии
(по сухому весу). Например, если к образцу весом 1 г добавить 4 мл
физиологического раствора, то получим разведение 1:5, а при добавлении
9 мл - 1:10 и т.д. После взвешивания дальнейшую обработку материала
можно проводить двумя способами:
а) взвешенный образец помещают в специальный пакетик из тонкой
полиэтиленовой пленки. Разрез пакетика определяется величиной
исследуемого материала. После помещения в пакетик исследуемого образца
верхний край его перегибают и сшивают скрепочной машинкой. Затем
шприцем непрерывного действия через прокол верхнего края пакета в него
вводят подогретый (до 70 град.С) физиологический раствор в необходимом
количестве. Использование подогретого физиологического раствора на 1-2
разведения повышает титр реакции в сравнении с холодным раствором.
Содержимое пакета разминают в однородную массу и через 20-30 мин
отжимают в пробирку, отрезав нижний заостренный край пакета. Суспензию
прогревают на кипящей водяной бане 5-10 мин и после охлаждения
абсорбируют взвесью 50%-ных формалинизированных эритроцитов (2 капли
эритроцитов на 1 мл суспензии). Через 20-30 мин суспензию
центрифугируют 10-15 мин при 2000 об/мин. Полученную прозрачную
надосадочную жидкость используют для постановки серологической
реакции. Процедура истощения суспензии формалинизированными
эритроцитами необходима для избежания неспецифических реакций.
б) при отсутствии полиэтиленовых мешочков или центрифуги
суспензию можно подготовить к исследованию другим, более трудоемким
способом. Погадку (или помет) растирают пестиком в фарфоровой ступке с
необходимым количеством подогретого до 70 град.С физиологического
раствора. Полученную взвесь отсасывают через кусок стерильной ваты
пастеровской пипеткой, переносят в пробирку и прогревают 5-10 мин на
кипящей водяной бане. Затем суспензию фильтруют на стеклянной воронке
с асбестовым фильтром до получения прозрачной жидкости, которую
используют в реакции. Такой фильтрат, как правило, не дает
неспецифических реакций даже в начальных разведениях, поэтому
дополнительная обработка формалинизированными эритроцитами не
требуется.
3.3. Анализ результатов исследования ПП и ПХМ. Обнаружение
туляремийного антигена в исследуемом материале служит достоверным
критерием наличия эпизоотии на обследуемой территории в настоящее
время или в недавнем прошлом и является основанием для организации
работ, направленных на выделение возбудителя. Количество положительных
ПП и ПХМ позволяет судить об интенсивности эпизоотического процесса: в
местах разлитых эпизоотий этот показатель составляет 20-60% от всего
материала, а при локальных (вялых) эпизоотиях - 0,5-3%. Для
обнаружения антигена при вяло текущих эпизоотиях туляремии необходимо
собрать и исследовать не менее 100 ПП или ПХМ из одного места в
течение одного сезона обследования, а для контроля за эпизоотической
ситуацией в известных очагах туляремии, не менее 25 ПП и ПХМ,
собранные весной в лесной и лесостепной зонах характеризуют
эпизоотическое состояние зимнего периода и ранней весны, а собранные
осенью - лета. Видовой состав ММ, вовлеченных в эпизоотический процесс
в лабораторных условиях, удается определить до вида (или рода) по
хорошо сохраняющимся костным остаткам (фрагментам черепа и зубам) при
сравнении с эталонной коллекцией костей скелета и зубов ММ, обитающих
на данной территории.
4. Подготовка кровососущих членистоногих и беспозвоночных
животных-гидробионтов для лабораторного исследования.
Добытых в природе насекомых и других беспозвоночных животных
исследуют, как правило, в день доставки в лабораторию, или не позднее
следующего дня. Исключение может быть только для взрослых иксодовых
клещей, которых можно сохранять живыми 2-3 недели на холоду. Погибшие
и высохшие членистоногие непригодны для бактериологического
исследования.
Беспозвоночных животных перед исследованием определяют до вида
(или рода) и группируют в отдельные пробы, содержащие животных одного
вида (рода) и добытых из одного места. Обнаружение туляремийного
микроба в организме беспозвоночных наиболее эффективно при
использовании биологического метода или ПЦР-анализа, выявляющего
специфическую ДНК возбудителя туляремии. Однако последний метод может
быть использован и оценен в настоящее время только специализированными
научными лабораториями. В редких случаях удается обнаружить
туляремийные бактерии в иксодовых клещах посевом содержимого их тела
на питательную среду или с помощью люминесцентной микроскопии.
4.1. Иксодовые клещи. Перед исследованием взрослых клещей (около
50 особей в один анализ) помещают в пробирку, приливают 10-15 мл
этилового спирта, энергичным встряхиванием промывают клещей 0,5-1 мин,
сливают спирт, после чего 3-4 раза таким же образом промывают их в
стерильной дистиллированной воде. Отмытых клещей помещают на
фильтровальную бумагу для удаления излишней влаги, а затем - в ступку.
Клещей раздавливают пестиком и растирают в кашицу, избегая
разбрызгивания. К растертой массе добавляют 5 мл стерильного
физиологического раствора и тщательно перемешивают в однородную
суспензию, которую набирают в шприц через небольшой кусочек стерильной
ваты и вводят биопробному животному.
При исследовании личинок и нимф иксодовых клещей промывание в
спирте не проводят, т.к. это может повредить анализу. Личинок
объединяют по 100-200 экземпляров, нимф - по 50-100 в зависимости от
степени их упитанности. Затем помещают в стерильную ступку, растирают
пестиком, добавляют 2-3 мл физиологического раствора, тщательно
перемешивают и полученную суспензию вводят биопробному животному.
4.2. Блох, гамазовых клещей, вшей сортируют по видам (родам), а
также видам зверьков, с которых они были собраны, помещают в
стерильные пробирки и далее подвергают обработке по той же методике,
что личинок и нимф иксодовых клещей.
4.3. Кровососущих двукрылых насекомых слегка усыпляют парами
эфира для ограничения подвижности. У слепней предварительно отстригают
ноги и крылья, комаров и мошек исследуют целиком. В один анализ
включают 25-50 слепней, или 100 комаров, или 250 мошек. Насекомых
растирают в ступке, добавляют 5 мл физиологического раствора,
полученную суспензию вводят биопробному животному.
4.4. Беспозвоночные животные - гидробионты. Гидробионтов -
ручейников, бокоплавов, дафний, циклопов и др. Перед исследованием
промывают в нескольких порциях воды и 1-2 порциях стерильной
дистиллированной воды. У животных, имеющих чехлики или раковинки,
последние по возможности удаляют. Животных объединяют в группы по
5-10-50 экземпляров в зависимости от размеров особей отдельных видов,
растирают в ступке, добавляют физиологический раствор 2-5 мл и
полученную суспензию вводят биопробному животному.
5. Исследование объектов внешней среды.
Исследование объектов внешней среды является эффективным способом
обнаружения возбудителя туляремии, т.к. последний обнаруживает
значительную устойчивость во внешней среде, особенно при низкой
температуре.
Так, в замороженной воде при -5 град.С возбудитель сохраняется до
10,5 месяцев, во влажной почве при 4 град.С - до 4-х месяцев, в зерне,
соломе при -5 град.С - до 6 месяцев, при 8-12 град.С - 2 месяца, в
замороженных трупах мышей - 8 месяцев, зайцев - 112 дней.
5.1. Исследование воды. Пробы воды берут из различных водоемов:
речек, ручьев, прудов, озер, болот, колодцев и т.п. Из каждой точки
желательно брать 2 пробы. Пробы берутся в затененном месте, на глубине
10-20 см от поверхности стоячей или слабо проточной воды. Желательно
отбирать пробы в местах обитания зверьков (возле кормовых столиков,
нор, хаток бобров или ондатр). Воду в количестве 100-200 мл отбирают в
стерильные бутылочки емкостью 200-250 мл, закрывают пробкой, бумажным
колпачком и обвязывают шпагатом. Бутылочки с водой помещают в
клеенчатые или полиэтиленовые мешки, упаковывают в металлический ящик
и доставляют в лабораторию. В зимнее время пробы берут в прорубях, в
незамерзающих местах ручьев, мелиоративных каналов, рыболовных лунках.
При глубоком промерзании водоема со дна берут лед или ил. После взятия
каждой пробы руки (перчатки) и инвентарь обрабатывают 70 град.
спиртом. Исследование воды проводят в день ее доставки в лабораторию
биологическим методом. Для концентрирования возбудителя используют
фильтрование, центрифугирование, магнитные сорбенты и другие приемы.
После этого белой мыши вводят подкожно до 1 мл, а морской свинке до 5
мл воды (желательно по 2 биопробы). Наиболее эффективно применение
исследования воды в пойменно-болотных очагах туляремии в зимнее время.
5.2. Зерно, солома, подснежные гнезда грызунов, другие субстраты.
С зерна, соломы, гнездового материала и других субстратов делают смыв
физиологическим раствором. Для этого 5-10 г исследуемого субстрата
помещают в стерильный сосуд, заливают двойным по весу количеством
физиологического раствора и тщательно встряхивают. Смыв набирают в
шприц (через кусочек ваты) и вводят биопробному животному. Зимой с
соломы ометов собирают замерзшую мочу, экскременты грызунов, которые
также используют для биопробы. Подснежные гнезда грызунов исследуют
биологическим и серологическим методами.
6. Исследование домашних животных. Домашние животные (крупный
рогатый скот, свиньи, овцы, северные олени) относятся к видам
малочувствительным к туляремии (3-я группа). При их исследовании
используют главным образом серологические методы (РА и РПГА), реже -
внутрикожную пробу с тулярином. Посевы из органов или биологические
пробы применяют только при обследовании павших, забитых или больных
животных. Исследуют в первую очередь лимфатические узлы и селезенку.
При серологическом исследовании следует учитывать возможность
обнаружения перекрестных реакций с бруцеллами и микробной флорой
кишечника животных Целесообразно исследовать сыворотки домашних
животных по крайней мере в двух серологических реакциях: РА и РПГА,
считая диагностически значимыми титры в РА - 1:40 и выше и в РПГА -
1:160 и выше. Положительные реакции в РПГА следует контролировать в
реакции торможения гемагглютинации (РТПГА). Обнаружение специфических
антител у домашних животных имеет ориентировочное значение и служит
сигналом для проведения на данной территории детальных
эпизоотологических исследований на туляремию.
Методы лабораторного исследования.
В практике эпизоотологического исследования на туляремию основное
место принадлежит бактериологическим методам, обеспечивающих выявление
и выделение возбудителя туляремии. Вместе с тем существенную роль
приобретают серологические методы исследования, позволяющие с меньшими
трудозатратами и в короткий срок дать заключение об эпизоотическом
состояния территории. И, наконец, в последние годы разрабатываются и
находят применение высокочувствительные методы молекулярной биологии
(ПЦР-анализ), позволяющие по обнаружению специфической ДНК возбудителя
туляремии судить о наличии эпизоотии и выявлять "некультивируемые" или
"покоящиеся" формы возбудителя туляремии в различных объектах.
1. Бактериологические методы исследования.
1.1. Бактериоскопия. Ввиду очень мелких размеров туляремийный
микроб может быть достоверно обнаружен в окрашенных мазках-отпечатках
только из обильно обсемененного патологического материала. Четко
положительные результаты получают при содержании в 1 г ткани более 1
млрд микробов Поэтому бактериоскопия эффективна при исследования
павших диких или биопробных животных, но обычно безуспешна при
исследовании убитых на ранних стадиях заболевания зверьков. Она не
используется также при исследовании воды, смывов с объектов внешней
среды, где концентрация возбудителя может быть незначительной.
Мазок-отпечаток делают, прикладывая к обезжиренному стеклу
поверхность свежего среза исследуемого органа - лимфатического узла,
селезенки, печени, а также мазок крови из сердца. Препарат хорошо
просушивают, после чего 15-20 мин фиксируют в смеси Никифорова
(этиловый спирт и серный эфир в равных пропорциях). После фиксации
мазок окрашивают по Романовскому-Гимзе. Раствор краски готовят из
расчета 3-4 капли на 1 мл дистиллированной воды (рН 7,0-7,2). Окраска
продолжается не менее 1 часа (можно до 24 часов). В правильно
окрашенном мазке бактерии туляремии имеют сиреневый цвет и легко
определяются по размерам, форме и тенденции к кучечному расположению.
С целью ускоренной окраски мазков применяют метод, основанный на
одновременной фиксации и окраске мазка. Для этого краску Романовского
Гимза смешивают в равных частях с метиловым спиртом (или химически
чистым ацетоном). Смесь можно длительно хранить в посуде с притертой
стеклянной пробкой. На свежий (не более 2-х суток), высушенный и не
фиксированный мазок наносят 20 капель смеси. Через минуту к краске
приливают 10 мл дистиллированной воды (рН 7,2). Осторожным
покачиванием краску смешивают с водой. Через 10-15 мин краску сливают,
мазок промывают водопроводной водой, высушивают и просматривают под
микроскопом. Бактерии туляремии окрашиваются в темно-фиолетовый цвет и
четко дифференцируются от светло-сиреневого окружающего фона.
Количество бактерий, обнаруженных в мазках-отпечатках из органов и
крови, учитывают по 4-х балльной шкале. Достоверным для диагностики
является обнаружение туляремийных бактерий в количестве, оцениваемом
III-IV баллами (большое количество крупных, средних и небольших по
величине скоплений бактерий в каждом поле зрения).
1.2. Люминесцентная микроскопия. В основе метода лежит реакция
иммунофлуоресценции (РИФ) в ее прямом варианте. Люминесцентная
микроскопия является эффективным методом экспресс-диагностики
туляремии, позволяющим выявлять как живые, так и мертвые туляремийные
бактерии при концентрации 1 млн м.кл. в 1 мл. При меньших
концентрациях - 100 тыс., 10 тыс., и 1 тыс.м.кл. в 1 мл возбудитель
может быть обнаружен, но его выявление не носит закономерного
характера. РИФ позволяет обнаружить туляремийные бактерии при
отрицательном результате световой бактериоскопии. Объектами
исследования в РИФ могут служить бактериальные взвеси, отпечатки
органов и тканей животных, гомогенаты органов животных, беспозвоночных
переносчиков. Метод используют для выявления возбудителя в органах
павших и убитых биопробных животных, в трупах диких животных, органах
отловленных диких животных. Метод прост в постановке, не имеет себе
равного в быстроте получаемого ответа (1,5-2 часа) и рекомендуется для
ускоренного выявления и идентификации возбудителя туляремии. При
приготовлении препаратов для РИФ на обезжиренном предметном стекле
делают мазки - отпечатки из лимфатического узла, селезенки, печени,
легкого или гомогенатов исследуемых органов. В последнем случае
используют суспензию, приготовленную для биологической пробы или
серологического исследования, делая по возможности тонкий мазок.
Дальнейшие процедуры постановки РИФ и учета ее результатов подробно
описаны в приложении 4 настоящего документа.
1.3. Посев на питательные среды. Посев на питательные среды
подменяют для выделения культуры возбудителя туляремии из органов
павших или забитых диких животных, павших или убитых лабораторных
животных, а также зверьков у которых обнаружены патологоанатомические
изменения, характерные для туляремии. Иксодовых клещей, воду, почву,
смывы с объектов внешней среды не исследуют посевом ввиду их
загрязнения посторонней микрофлорой.
Возбудитель туляремии не растет на обычных питательных средах
(мясо-пептонном агаре и бульоне), что служит одним из признаков при
идентификации культуры. Наиболее практичной и обычно применяемой
средой для выделения и культивирования туляремийного микроба является
свернутая желточная среда.
Посевы могут быть произведены методом отпечатков кусочками органа
или путем тщательного втирания кусочка органа по всей поверхности
среды. При обильном засеве рост туляремийных бактерий на свернутой
желточной среде появляется в виде сплошного роста уже через 18-24 часа
инкубирования при 37 град.С; при засеве малым количеством бактерий
отдельные колонии становятся заметными на 3-5 сутки и позднее. Посевы
следует выдерживать в термостате до 10-12 суток. По внешнему виду рост
туляремийных бактерий на свернутой желточной среде хорошо отличается
от большинства других бактерий, имеет вид извилистого, слегка
блестящего (не сухого), почти бесцветного нежного налета.
Для выделения и культивирования туляремийного микроба используют
также агаровую среду с добавлением желтка. Среда готовится на основе
сухого питательного агара Иркутского НИПЧИ: на 100 мл стерильного,
расплавленного и охлажденного до 45 град.С агара добавляют 5 мл
куриного желтка с физиологическим раствором (в соотношении 3:2).
Для культивирования туляремийных бактерий применяются различные
варианты агаровых сред на рыбных, мясных, дрожжевых основах с
обязательным добавлением цистина (цистеина) 0,1%; глюкозы 1%;
дрожжевого экстракта (источник витамина В). Чувствительность указанных
агаровых сред можно повысить добавлением дефибринированной кроличьей
или лошадиной крови (5-10%).
Разработаны и используются на практике питательные сухие агаровые
среды для культивирования и выделения туляремийного микроба,
содержащие все необходимые факторы роста и не требующие добавления
крови (или желтка). Примером является FT агар, выпускаемый
Государственным Научным Центром прикладной микробиологии.
На свежей агаровой среде приживаются единичные бактерии, при этом
формируются колонии, которые становятся заметными через 2-3 суток
инкубации, редко - в более отдаленные сроки. Посевы следует
выдерживать при 37 град.С до 10-12 суток. При посеве взвеси из
растертых тканей животного высокоэффективные агаровые среды позволяют
обнаруживать единичные бактерии и не уступают биологической пробе. При
исследовании трупов животных в первую очередь производят посев из
селезенки, печени, лимфатического узла. При посеве из недостаточно
свежих органов животных полезно использовать селективные добавки (СД).
В качестве СД можно применять пенициллин (100 ед/мл), ампициллин (100
ед/мл), попимиксин (50-100 мкг/мл), кефзол (или цефалексин),
амфотерицин В (или амфоглюкамин), ристомицин - сульфат и некоторые
другие.
Свернутая желточная среда МакКоя. Среду готовят из желтков
куриных яиц, которые тщательно моют, протирают спиртом, обжигают на
пламени горелки, разбивают, сливают желтки, отделяя их от белка, в
стерильный градуированный сосуд, смешивают с физиологическим раствором
(рН 7,0-7,2) в соотношении: 60% желтка и 40% физиологического
раствора. Жидкую среду разливают в пробирки по 4-5 мл и помещают в
аппарат для свертывания сывороток при наклонном положении пробирок,
чем достигают скашивания среды. Свертывание среды производят при 80
град.С в течение 1 часа. Среду сохраняют при 4-6 град.С, предохраняя
от высыхания. Правильно приготовленная среда должна иметь на дне
пробирки конденсационную жидкость. Приготовленную среду можно
использовать в течение 1 месяца.
Кровяная среда Емельяновой. Среду готовят на рыбно-дрожжевом
гидролизате. К 100 мл дистиллированной воды добавляют 20 мл
гидролизата свежей рыбы, 10 мл гидролизата желатины, 2,5 мл аутолизата
дрожжей, 0,5 г хлорида натрия, 1 г глюкозы, 0,1 г цистина (цистеина),
1,5-2,5 г агара (в зависимости от его качества): рН среды 7,0-7,2.
После стерилизации в расплавленную и охлажденную до 45 град.С среду
добавляют 10 мл свежей кроличьей или лошадиной дефибринированной
крови, разливают в пробирки (или чашки) и смешивают. Правильно
приготовленная кровяная среда хранится при 4-6 град.С в течение 1
месяца. Однако в процессе хранения чувствительность среды постепенно
снижается. При необходимости в среду одновременно с кровью добавляют
селективные добавки (СД).
FT агар. Питательная среда выпускается в виде комплекта,
состоящего из рыбно-солевого агара (РСА), глюкозо-витаминной добавки
(ГВД) и селективной добавки (СД). Состав и способ приготовления среды,
полностью описаны в инструкции по применению FT агара, прилагаемой к
комплекту.
1.4. Биологическая проба. Биологическая проба является самым
эффективным способом обнаружения туляремийных бактерий в любом
исследуемом материале. Биологическим методом можно исследовать органы
павших или убитых диких млекопитающих, кровососущих членистоногих,
гидробионтов, воду, смывы с различных субстратов, т.е. материалы, где
могут содержаться живые туляремийные бактерии. Для биологической пробы
обычно используют белых мышей, которые заболевают и гибнут от
туляремии при подкожном введении суспензии, содержащие единичные
бактерии. При массивном инфицировании исследуемых объектов мыши
погибают уже на 3-4 сутки, при меньшей обсемененности материала гибель
животных может затянуться до 7-9 суток, иногда до 15-20 суток. В
большинстве случаев животные погибают от туляремии с характерными
патологоанатомическими изменениями: обнаруживаются воспалительные
изменения ткани на месте заражения (плотный инфильтрат), увеличение,
уплотнение и гиперемия лимфатических узлов, особенно близлежащих к
месту заражений, резкая гиперемия сосудов подкожной клетчатки,
уплотнение и увеличение селезенки, печени, увеличение и гиперемия
надпочечников, гиперемия тонкого кишечника. В мазках-отпечатках из
селезенки, печени и крови (при окраске по Романовскому-Гимзе или путем
люминесцентной микроскопии) обнаруживают большое количество
туляремийных бактерий, а в посеве на специальные питательные среды
селезенки и печени уже через 18-24 часа появляется рост культуры
возбудителя туляремии. Для биологической пробы могут быть использованы
и морские свинки, обладающие такой же высокой чувствительностью к
туляремии, как и белые мыши, а также дикие грызуны 1-ой группы
(обыкновенные полевки, домовые мыши), отловленные на неэпизоотических
территориях и выдержанных в карантине 30 суток. Биопробных животных
содержат по одиночке. При гибели биопробных животных или обнаружении у
забитых характерных для туляремии патологоанатомических изменений
осуществляют следующий пассаж через белую мышь (подкожным или накожным
методами). Биопробных животных выдерживают: белых мышей до 21 суток,
морских свинок - до 25 суток, после чего забивают.
1.5. Идентификация возбудителя туляремии. Идентификацию
осуществляют на основании совокупности следующих признаков: 1)
морфологии и окраски бактерий в мазках и специфического свечения в
РИФ; 2) характера роста на питательных средах; 3) отсутствия роста на
простых питательных средах; 4) агглютинации специфической туляремийной
сывороткой; 5) патогенности для белых мышей и морских свинок.
Выделенная культура должна иметь характерный для микроба
туляремии рост на свернутой желточной среде в виде извилистого, слегка
блестящего (не сухого) почти бесцветного налета не очень сильно
выраженной слизистой консистенции, хорошо снимающегося петлей.
Культура легко суспендируется. Для изучения морфологии и
тинкториальных свойств готовят мазок на предметном стекле, который
фиксируют и окрашивают по Граму. В мазке возбудитель туляремии
представляет собой мелкую, грамотрицательную коккобактерию. В
окрашенных мазках из культуры с плотной среды обнаруживается обильная
слизь. Присутствие в мазке окрашенной слизи весьма характерно для
возбудителя туляремии. Для проверки отсутствия роста на простых
питательных средах используют слабощелочной питательный агар и бульон.
Антигенную специфичность выделенной культуры проверяют с помощью
реакции агглютинации с лошадиной (коммерческой) агглютинирующей
сывороткой. Для этого испытуемую культуру выращивают в течение 2-х
суток при 37 град.С на свернутой желточной среде в количестве 2-3
пробирок. Чистоту посева контролируют бактериоскопией. Реакцию
агглютинации (РА) ставят общепринятым способом в пробирках. В качестве
антигена используют живую испытуемую культуру, суспендированную в
физиологическом растворе (рН 7,0-7,2) до концентрации 10(9) м.кл./мл
по оптическому стандарту мутности, соответствующей 10 единицам. После
добавления антигена к разведениям сыворотки пробирки выдерживают 2
часа при 37 град.С, затем 12-18 часов при комнатной температуре, после
чего проводят учет результатов. Культура должна агглютинироваться до
титра или 2/3 титра сыворотки. При этом должна иметь место четкая
реакция, сопровождающаяся полным просветлением жидкости и выпадением
на дно пробирки плотного агглютината. При встряхивании пробирки
агглютинат разбивается на крупные хлопья, а жидкость остается
прозрачной. Специфичность выделенной культуры может быть подтверждена
также с помощью РИФ. При обработке культуры туляремийной
люминесцирующей сывороткой обнаруживают специфическое яркое
зелено-желтое свечение бактерий.
Желательна проверка вирулентности выделенных культур, но не
позднее месячного срока после их выделения. Определение вирулентности
проводят, как правило, на одном из двух видах животных (белые мыши или
морские свинки). Взвесь исследуемой культуры готовят на
физиологическом растворе (рН 7,0-7,2) с содержанием 10(9) м.кл/мл по
оптическому стандарту мутности, которую затем титруют путем 10-кратных
разведений от 10(-1) до 10(-9) от исходной взвеси. Для заражения
используют 2 дозы: 10(-9) (1 м.кл) и 10(-8) (10 м.кл.) по 2-5 животных
на каждую дозу. Свежевыделенные туляремийные культуры при подкожном
введении вызывают гибель белых мышей (морских свинок) при дозе 1 м.кл.
с обнаружением характерных для туляремии изменений в органах и
выделением чистой культуры.
На территории Российской Федерации циркулируют и выделяются
культуры голарктического подвида возбудителя туляремии F.tularensis
subspecies holaretica, различающиеся по чувствительности к
эритромицину (и другим макролидам). Для определения этого свойства
используют диски с эритромицином, содержащими 15 мкг антибиотика. Эта
концентрация антибиотика позволяет дифференцировать штаммы
туляремийного микроба на два биологических варианта: биовар 1 Егу(s) и
биовар П Егу(r). Для определения принадлежности к тому или иному
биовару готовят суспензию испытуемой культуры в концентрации 10(9)
м.кл./мл по оптическому стандарту мутности. 0,5 мл такой суспензии
вносят на чашку с агаровой средой, равномерно распределяя по
поверхности, после чего накладывают в центральную часть чашки диск с
эритромицином. Чашку помещают в термостат при 37 град.С. Учет и оценку
результатов производят через 1-2 суток. При посеве чувствительной к
эритромицину культуры вокруг диска с антибиотиком обнаруживают
выраженную зону задержки роста диаметром 2-3 см; при посеве культуры,
резистентной к эритромицину, по всей поверхности чашки отмечается
равномерный рост.
Возбудитель туляремии - грамотрицательные, неспорообразующие
мелкие коккобактерии, не способные расти на простых питательных
средах, обладают слабой ферментативной активностью (способны
утилизировать до кислоты немногие углеводы и спирты на специальных
средах), патогенные для теплокровных животных с приуроченностью
размножения главным образом в паренхиматозных органах и способностью
вызывать у чувствительных животных геморрагическую септицемию.
2. Серологические методы исследования. В настоящее время в
практике эпизоотологического обследования находят все большее
применение серологические методы, предназначенные для обнаружения
туляремийного антигена и антител к нему. Значительно расширился круг
объектов исследования. Возможность исследования материала, не
пригодного для бактериологического исследования, делает серологические
методы в ряде случаев основным методическим приемом, позволяющим
выявить туляремийные зпизоотии.
2.1. Серологические методы выявления: туляремийных антител.
Наиболее эффективными и доступными методами выявления антител являются
реакция агглютинации (РА) и реакция пассивной гемагглютинации (PПГА)
Титры антител у переболевших диких животных колеблются в пределах 1:10
- 1:320, редко выше, в зависимости от давности заболевания. У
сельскохозяйственных животных они могут достигать 1:320 - 1:640, но
чаще бывают низкими. Для выявления антител у животных могут быть
использованы сыворотка, плазма или "смывы" из грудной полости. Наличие
антител у животных указывает на контакт животного с возбудителем
туляремии и наличие эпизоотии. Техника постановки серологических
реакций, их учет и анализ результатов подробно представлен в
приложении 4 настоящего документа.
2.2. Серологические методы выявления туляремийного антигена. Все
найденные трупы грызунов подлежат обязательному серологическому
исследованию на наличие туляремийного антигена параллельно с
бактериологическим исследованием, включая люминесцентную микроскопию.
Серологические методы особенно эффективны при поисках антигена в ПП,
ПХМ, субстратах гнезд и других объектов внешней среды.
2.2.1. Подготовка материала к исследованию. При исследовании
трупов диких или лабораторных животных готовят суспензию из кусочков
органов животных (селезенка, печень) путем растирания их в ступке с
добавлением физиологического раствора из расчета 1:5 или 1:10.
Полученную суспензию прогревают на кипящей водяной бане 10-15 мин,
фильтруют (лучше через асбестовую вату) для получения относительно
прозрачного фильтрата. Можно использовать остатки суспензии из
органов, приготовленных для постановки биологической пробы.
Для исследования субстрата гнезда грызунов желательно брать его
целиком вместе с прилегающими слоями почвы. Материал заливают
физиологическим раствором с избытком (примерно 10 мл). Через 1-6 часов
надосадочную жидкость отсасывают, прогревают на кипящей водяной бане
10-15 мин, фильтруют и используют в серологических реакциях.
Для серологического исследования бактериальной культуры последнюю
выращивают 2 суток при 37 град.С на желточной или агаровой среде,
готовят взвесь на физиологическом растворе (рН 7,0-7,2) с
концентрацией 10(9) м.кл./мл по оптическому стандарту мутности,
обеззараживают прогреванием 10-15 мин на кипящей водяной бане. Взвесь
разводят в 10 раз до концентрации 100 млн м.кл./мл, которую используют
в серологических реакциях.
Наиболее эффективной и специфичной серологической реакцией для
выявления туляремийного антигена при исследовании органов животных,
ПП, ПХМ, субстрата гнезд, почвы и т.п. является реакция нейтрализации
(РНАт) с туляремийным эритроцитарным диагностикумом. При исследовании
некоторых объектов (бактериальные суспензии, органы животных и др.)
помимо РКАт можно применять иммуноферментный анализ (ИФА), реакцию
объемной агломерации (РОА), реакцию коагглютинации (РК) и некоторые
другие методы с успехом используемые в отдельных регионах и
учреждениях.
2.2.2. Реакция нейтрализации антител (РНАт). Этот метод является
универсальным для выявления туляремийного антигена в любом исследуемом
материале. РНАт может обнаруживать 1-2 млн туляремийных бактерий и
служит простым дополнительным методом идентификации выделенной
культуры РНАт - трехкомпонентная серологическая реакция, механизм
которой состоит в специфической нейтрализации вводимых в реакцию
туляремийных антител антигеном, содержащимся в исследуемом материале.
В РНАт используют туляремийный антигенный эритроцитарный диагностикум.
Техника постановки и учет РНАт. Первоначально проводят
ориентировочное исследование материала в 3-4 разведениях. Для этого в
лунки полистироловой пластины наливают по 0,25 мл разводящей жидкости
(1%-ный раствор нормальной кроличьей сыворотки на физиологическом
растворе рН 7,0-7,2, предварительно инактивированной при 56 град.С 30
мин). Затем в первую лунку вносят 0,25 мл исследуемого материала и
титруют переносом по 0,25 мл. Из последней лунки лишние 0,25 мл
выливают. После этого во все лунки добавляют по 0,25 мл раствора
туляремийной агглютинирующей сыворотки, содержащей 2
гемагглютинирующие единицы (2ГЕ) сыворотки.
Для определения гемагглютинирующей единицы (ГЕ) сыворотки в 6
лунок полистироловой пластины наливают по 0,5 мл разводящей жидкости.
В первую лунку добавляют 0,5 мл туляремийной сыворотки в разведении
1:10000 (сыворотку предварительно инактивируют при 56 град.С 30 мин) и
титруют переносом из одной лунки в другую по 0,5 мл. Получают ряд
разведений сыворотки 1:20000; 1:40000; 1:80000 и т.д. Затем во все
лунки добавляют по 1 капле (0,05 мл) антигенного диагностикума
2,5%-ной концентрации. Результаты учитывают через 2-3 часа. Разведение
сыворотки в последней лунке с отчетливой агглютинацией эритроцитов
соответствует 1 ГЕ. Для РНАт сыворотку берут в 4-х кратной
концентрации, принимая во внимание, что в лунки добавляют по 0,25 мл,
т.е. именно в данном объеме должны содержаться 2ГЕ. Например, если 1ГЕ
составляет 1:80000 (в объеме 0,5 мл), то 2ГЕ=1:40000, а поскольку в
РНАт сыворотку добавляют в объеме 0,25 мл, то применительно к данному
примеру для постановки реакции следует использовать сыворотку в
разведении 1:20000.
Смесь исследуемого материала и сыворотки оставляют на 1-1,5 часа
при комнатной температуре. Затем во все лунки добавляют по одной капле
(0,05 мл) антигенного эритроцитарного диагностикума 2,5%-ной
концентрации. Пластину встряхивают и оставляют на ровной поверхности
стола. Учет производят через 2-3 часа.
Если в исследуемом материале содержится антиген туляремийного
микроба, то он нейтрализует сыворотку и эритроциты не агглютинируются,
а образуют на дне лунки маленькое колечко с ровными краями. Результат
реакции в таких лунках отмечается как положительный, а в протоколах
отмечают знаком (-). При отсутствии в исследуемом материале
туляремийного антигена наблюдается агглютинация эритроцитов во всех
лунках. Результат отмечают как отрицательный, а в протоколах
обозначают знаком (+). В каждом опыте должен быть контроль количества
ГЕ.
Пробы, в которых в предварительном опыте был обнаружен антиген,
отбирают и реакцию повторяют в развернутом опыте (на 6-10 лунок) для
определения точного титра реакции. За титр реакции принимают последнее
разведение исследуемого материала, вызывающее полное подавление
агглютинации эритроцитов. Окончательный опыт дополняют следующими
контролями: 1) 0,25 мл исследуемой пробы + 0,25 мл разводящей жидкости
+ 1 капля диагностикума: 2) 0,5 мл разводящей жидкости + 1 капля
диагностикума. В обоих случаях агглютинация эритроцитов должна
отсутствовать.
При небольшом количестве материала целесообразно ставить РКАт в
микрообъемах, используя микротитратор типа Такачи или круглодонные
микропланшеты с микропипетками. Чувствительность реакции при этом
существенно не меняется. Техника постановки, последовательность всех
манипуляций, учет и оценка результатов, а также соответствующие
контроли такие же, как и при постановке РНАт в макрообъемах. Более
подробно описание техники постановки реакций в микрообъемах см. в
приложении 4.
При массовых исследованиях ПП, ПХМ, других объектов внешней среды
за диагностический титр принимают разведение фильтрата 1:20 и выше.
Реакции в более низких титрах расценивают как сомнительные.
2.2.3. Иммуноферментный анализ на твердофазном носителе (ИФА).
Метод используется для выявления туляремийного антигена в различных
объектах: органы животных, ПП, ПХМ, другие объекты внешней среды, а
также для идентификации выделенных культур возбудителя туляремии.
Метод характеризуется высокой чувствительностью, специфичностью,
возможностью количественной и автоматизированной оценки результатов,
воспроизводимостью и стандартностью основных ингредиентов анализа. С
помощью ИФА возможно обнаружение 10(4)-5.10(4) туляремийных бактерий в
1 мл или 1-5 нг/мл туляремийного антигена.
Для постановки ИФА используют диагностическую иммуноферментную
тест-систему для определения туляремийного антигена. В соответствии с
назначением тест-система представляет собой набор ингредиентов для
проведения ИФА и включает в себя: иммуноглобулины туляремийные,
выделенные из лошадиной сыворотки: иммуноглобулины туляремийные,
выделенные из лошадиной сыворотки, меченные пероксидазой; туляремийный
антиген (ЛПС), полученный из вакцинного штамма туляремийного микроба;
набор солей, необходимых для приготовления буферных растворов;
субстрат - 0-фенилендиамин (ОФД); твин-20; бычий сывороточный альбумин
(БСА); планшеты для ИФА однократного применения.
Выявление туляремийного антигена в ИФА происходит за счет
специфического взаимодействия иммуноглобулинов туляремийных,
сорбированных на планшете, с туляремийным антигеном, содержащимся а
исследуемом материале. Образовавшийся комплекс "антитело-антиген"
выявляют с помощью туляремийных антител, меченных пероксидазой.
Техника постановки ИФА.
1. Сенсибилизация твердой фазы. В лунки планшета вносят с помощью
дозатора по 200 мкл раствора туляремийных иммуноглобулинов в рабочем
разведении (20 мкг/мл) в 0,02 М растворе фосфатно-солевого буфера
(ФСБ) рН 7,2. Адсорбцию туляремийных иммуноглобулинов проводят в
течение 120 минут при температуре 37 град.С или 18 часов при
температуре 20 град.С. По окончании адсорбции иммуноглобулины удаляют
из лунок планшета встряхиванием и отмывают трехкратно по 5 мин
раствором ФСБ, содержащим 0,05% детергента - твин 20.
2. Внесение исследуемого материала. Исследуемый материал в
разведениях (двух- или десятикратных) на ФСБ-твин, содержащий 1% БСА
вносят по 100 мкл в каждую лунку. Параллельно с исследуемыми образцами
готовят серию последовательных разведений контрольного образца
туляремийного антигена (ЛПС) в концентрациях от 1 до 10(4) нг/мл и
каждое разведение антигена в количестве 100 мкл вносят в лунки
планшета.
Планшеты выдерживают в термостате при температуре 37 град.С в
течение 1 часа, после чего жидкость из планшета удаляют встряхиванием
и отмывают планшеты, как указано в п.1.
3. Внесение конъюгата. В каждую лунку вносят по 100 мкл раствора
конъюгата в рабочем разведении (указанном на этикетке), конъюгат
разводят на ФСБ-твин, содержащий 1% БСА. Планшеты выдерживают в
термостате при температуре 37 град.С в течение 1 часа. Жидкость из
лунок удаляют встряхиванием и отмывают планшеты, как указано в п.1.
4. Проявление. В каждую лунку вносят по 100 мкл субстратного
раствора, содержащего 0,04% ОФД и 0,04% Н2О2 в 0,1 М
цитратно-фосфатном буфере рН 5,5. Инкубацию проводят в темноте при
комнатной температуре 15-30 минут и останавливают внесением в лунки по
100 мкл серной кислоты в концентрации 0,5 моль/л.
5. Оценка результатов. Оценку результатов проводят по изменению
окраски субстратной смеси (от светло-коричневой до
оранжево-коричневой) визуально или с помощью микроэлектрофотометра
типа Multiscan при 492 нм, сравнивая интенсивность окраски контрольных
и опытных проб. Пробы рекомендуется исследавать параллель в 2 лунках с
последующей раститровкой положительных образцов. При исследовании
материала на наличие антигена его следует первично разводить 1:100 (по
весу или объему), а при получении положительных результатов -
раститровать пробы путем двухкратных разведений. Появление
желто-оранжевого окрашивания в опытных лунках (и положительном
контроле с ЛПС) при его отсутствии в лунках с отрицательными
контролями свидетельствует о наличии туляремийного антигена в пробах.
При фотометрическом учете результатов анализа проба считается
положительной, если ее оптическая плотность (ОП) в 2 и более раза
превосходит наивысшее значение ОП отрицательных контролей, которое не
должно превышать 0,25.
3. Молекулярно-биологические методы исследования. В последние
годы в ряде случаев используют метод определение ДНК возбудителя
туляремии в различных объектах с помощью полимеразной цепной реакции
(ПЦР). Метод превышает по чувствительности как бактериологические, так
и серологические методы, а также позволяет выявлять некультивируемые
или "покоящиеся" формы возбудителя туляремии, что важно для
прогнозирования эпизоотической ситуации и определения потенциальной
эпидемической опасности природных очагов.
Заместитель руководителя
Департамента госсанэпиднадзора
С.И. Иванов
Приложение 3
к приказу Минздрава РФ
от 14 апреля 1999 года
N 125
Клиника, диагностика и лечение туляремии
(Методические указания)
Туляремия - острое лихорадочное заболевание
токсико-аллергического, реже септического характера, вызываемое мелкой
грамоотрицательной коккобактерией Francisella tularensis.
Широкий круг животных - источников инфекции и разнообразие путей
заражения людей обусловливает полиморфизм клинических проявлений этого
заболевания.
Международная статистическая классификация болезней (десятый
пересмотр, ВОЗ 1995 год) предусматривает следующие клинические формы
туляремии: ульцерогландулярная туляремия (по старой классификации -
язвенно-бубонная, синоним - кожно-бубонная), окулогландулярная
туляремия (глазо-бубонная, офтальмическая); легочная туляремия
(торакальная); желудочно-кишечная туляремия (абдоминальная);
генерализованная туляремия, другие формы туляремии (в том числе
ангинозно-гландулярная); туляремия неуточненная.
По тяжести инфекционного процесса различают легкие, средней
тяжести и тяжелые клинические формы туляремии. По длительности течения
различают острую, затяжную и рецидивирующую формы туляремии.
Во время эпидемических вспышек выявляют инапарантную
(бессимптомную, латентную) туляремию.
Пути внедрения возбудителя в организм в значительной мере
определяют последующее развитие той или иной клинической картины.
Инкубационный период при туляремии в большинстве случаев в
среднем составляет 3-7 дней с колебаниями в ту или иную сторону (от
нескольких часов до 2-3 недель), в зависимости от дозы заражения и
Страницы: 1 2 |